Анализ взаимосвязи клеточного и нейроэндокринного ответов на стресс у Drosophila

  • Автор:
  • Специальность ВАК РФ: 03.00.15
  • Научная степень: Кандидатская
  • Год защиты: 2000
  • Место защиты: Новосибирск
  • Количество страниц: 124 с. : ил.
  • бесплатно скачать автореферат
  • Стоимость: 250 руб.
Титульный лист Анализ взаимосвязи клеточного и нейроэндокринного ответов на стресс у Drosophila
Оглавление Анализ взаимосвязи клеточного и нейроэндокринного ответов на стресс у Drosophila
Содержание Анализ взаимосвязи клеточного и нейроэндокринного ответов на стресс у Drosophila

СОДЕРЖАНИЕ
СОДЕРЖАНИЕ
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ВВЕДЕНИЕ
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1. Реакция теплового шока—ответ клетки на стрессирующее
ВОЗДЕЙСТВИЕ
1.1.1. Феномен реакции теплового шока
1.1.2. Чаперонная функция БТШ
1.1.3. Влияние теплового стресса на транскрипционную активность генов
1.1.4. Особенности экспрессии генов БТШ
1.1.5. Регуляция реакции теплового шока
1.1.5.1. Транскрипционный фактор теплового шока
1.1.5.2. Регуляция активности НББ
1.1.5.3. Молекулярные механизмы активации экспрессии генов БТШ. Роль фосфорилирования в регуляции активности НББ и
РНК- полимеразы II при стрессе
1.1.5.4. Роль молекулярных чаперонов в регуляции реакции теплового шока
1.2. Нейроэндокринная стресс-реакция
1.2.1. Структура стрессорной реакции насекомых
1.2.2. Биогенные амины. Метаболизм и роль в адаптаци
1.2.2.1. Биогенные амины насекомых

1.2.2.3. Влияние стресса на содержание биогенных аминов у насекомых
1.2.2.4. Метаболизм биогенных аминов у Drosophila
1.2.3. Ювенильный гормон. Метаболизм и роль в адаптации
1.2.3.1. Структура и функции гормона
1.2.3.2. Механизм действия ЮГ
1.2.3.3. Регуляция титра ЮГ
1.2.3.4. Роль ЮГ в адаптации
ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
2.1. Материалы
2.1.1. Экспериментальные насекомые
2.1.2. Условия стрессирования
2.1.3. Зонды и антитела
2.2. Методы
2.2.1. Электрофорез с додецилсулъфатом натрия в полиакриламидном геле (ПААГ)
2.2.2. Вестерн-блот анализ
2.2.3. Выявление белков теплового шока с помощью импульсного мечения
2.2.4. Включение ЗН-уридина в клетки слюнных желез и измерение радиоактивности РНК
2.2.5. Получение зондов ДНК для гибридизации на фильтрах
2.2.5.1. Подготовка компетентных клеток для трансформации плазмидной ДНК
2.2.5.2. Трансформация
2.2.5.3. Выделение плазмидной ДНК
2.2.5.4. Рестрикционный анализ плазмидной ДНК
2.2.5.5. Мечение плазмиды радиоактивным фосфором [32Р]

2.2.6. Выделение суммарной РНК
2.2.6. Метод электрофореза РНК в агарозном геле
2.2.7. Капиллярный перенос РНК с агарозного геля на фильтр
2.2.8. Нозерн-блот анализ
2.2.9. Измерение концентрации нуклеиновых кислот и белка
2.2.10. Измерение уровня содержания дофамина
2.2.11. Измерение активности тирозиндекарбоксилазьг
2.2.12. Измерение гидролиза радиоактивного ЮГ
2.2.13. Денситометрический анализ
2.2.14. Статистическая обработка результатов
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
3.1. Исследование реакции теплового шока у линии Drosophila с нарушенной стресс-реактивностью
3.1.1. Сравнительный анализ спектров суммарных белков имаго 101 и 147 линий Drosophila virilis в нормальных условиях и при тепловом стрессе
3.1.2. Сравнительный анализ спектров белков, синтезируемых в слюнных железах личинок линий 101 и 147 в норме и при тепловом стрессе
3.1.3. Уровень включения Н3-уридина в слюнные железы личинок линий 101 и 147 Drosophila virilis
3.1.4. Исследование экспрессии hsf структурного гена транскрипционного фактора теплового шока у имаго линии 101 и 147 Drosophila virilis
3.1.5. Нозерн-блот анализ экспрессии генов hsp83 и hsp70y имаго линий 101 и 147 D. virilis
3.2. Исследование стресс-реактивности у линии l(1)ts403
D. MELANOGASTER С НАРУШЕННЫМ СИНТЕЗОМ БТШ

предложила гипотезу о возможном механизме выброса АГ из СС, согласно которой при активации холинергического синапса происходит стимуляция аминергических волокон, которые иннервируют СС через составной ДА/серотониновый рецептор. Возбуждение рецепторного аппарата сопровождается выделением АГ в гемолимфу. Автор также отмечает сходство этой модели с системой гипоталамус-аденогипофиз млекопитающих, где ДА выступает как рилизинг-фактор (Samaranskaya, 1976).
Выше было упомянуто, что выброс ЮГ из corpora allata регулируется ОА (Lafon-Casal, Baehr, 1988). В присутствии ОА в культурах клеток СА выброс ЮГ возрастал, добавление же в культуральную среду фентоламина, ингибирующего три известных у Locusta октопаминэргических рецептора, подавляло эффект. Эти данные позволили сделать вывод о том, что индукция выброса ЮГ опосредована, по-видимому, через октопаминэнергические рецепторы. Причем октопамин активировал аденилатциклазу в СА, что также свидетельствует о его связи с аденилатциклазной системой. Лафон-Казаль и Баэр (Lafon-Casal, Baehr, 1988) предложили возможные механизмы действия ОА. Рецепторы ОА могут быть локализованы в мембранах пептидэргических волокон, тогда ОА может стимулировать клетки СА через пептидэргические аксоны и влиять на выброс ЮГ как нейромедиатор. Также возможно, что рецепторы ОА могут находиться в мембранах клеток СА, в таком случае ОА может непосредственно контролировать выброс ЮГ.
1.2.2.3. Влияние стресса на содержание биогенных аминов у насекомых
В ряде исследований было установлено, что различные виды стрессорных воздействий вызывают у насекомых гипергликемию и гиперлипемию (Orchard et al., 1981; Downer, 1979; Davenport, Evans, 1984). Почти одновременно с этим было показано, что воздействие стрессоров

Рекомендуемые диссертации данного раздела